BIORREGIONES DE VENEZUELA: INFORMAN
PERO NO EXPLICAN
Jonathan Liria
Departamento de Biología, Facyt –
Universidad de Carabobo
INTRODUCCIÓN
Morrone (2000) considera los patrones
de la biodiversidad como un fenómeno esencialmente espacial, pues
diferentes áreas del planeta poseen distintos niveles de
representación de especies y taxones supraespecíficos. Por ello,
resulta imprescindible desarrollar programas que documenten dichos
patrones a diferentes escalas espaciales. La biogeografía es la
disciplina encargada de analizar e interpretar los patrones de
distribución de los seres vivos, por lo que está destinada a
cumplir un importante papel en la conservación de la biodiversidad.
La elaboración de atlas biogeográficos, empleando métodos panbiogeográficos y cladísticos, permitiría documentar de manera
eficiente los patrones de la diversidad biológica, con miras a su
conservación y uso sustentable.
Tradicionalmente, se han propuesto
áreas biogeográficas para Venezuela, con diversos grupos animales
(Pérez-Hernández & Lew 2001): Tetrápodos, reptiles, peces,
mamíferos, primates, marsupiales. En cada investgación se
propusieron hipótesis de áreas biogeográficas basados en listados
de especies endémicas, sin embargo, no usaron ningún método
explícito biogeográfico (cladística, panbiogeografía, etc.) para
deducir estas clasificaciones.
En los últimos años se ha buscado
identificar unidades biogeográficas en Surámerica y particularmente
en Venezuela aplicando métodos de la biogeografía histórica como:
Panbiogeografía (Morrone et al. 2001), análisis de parsimonia de
endemismos (Navarro et al. 2007; Bonilla & López 2013) y
análisis de endemicidad (Casagranda et al. 2009; Del Ventura et al.
2013). Con excepción de los análisis panbiogeográficos que
utilizan la información espacial de las localidades para construir
árboles de tendido mínimo (Morrone 2004; Liria 2008) y
representarlos como trazos individuales, los restantes métodos
emplean como unidad de análisis a cuadrículas de una rejilla
(celdas en columnas y filas) que contienen información de
presencia/ausencia de las especies analizadas. La rejilla divide la
región estudiada en áreas de superficie comparable y su uso como
unidad básica de análisis es una manera simple de uniformar, cuantificar, y transformar la búsqueda de patrones en un proceso
objetivo y repetible.
En el año 2001, el Ministerio del
Ambiente y de los Recursos Naturales de Venezuela (MARN) definió
diez Biorregiones (Figura 1) para el pais con base en la propuesta
fitogeográfica de Huber & Alarcon (1983) y Huber (1997). No
obstante, estas biorregiones no han sido evaluadas a partir de
métodos explícitos que consideren la congruencia de patrones de
distribución de distintos grupos taxonómicos. Por lo anteriormente
expuesto, el presente estudio pretende determinar las áreas de
endemismo en Venezuela a partir del análisis espacial de la
distribución de especies de animales y plantas.
Figura 1. Mapa mostrando las Biorregiones de Venezuela propuestas por MARN (2001).
MATERIALES Y MÉTODOS
Los registros fueron tomados de la
revisión de las colecciones de Museos, literatura, y el Portal de
Global Biodiversity Information Facility (http://data.gbif.org./). Se
recopilaron 12038 registros para 1983 especies (Figura 2) de
vertebrados (peces, anfibios, reptiles, aves y mamíferos), insectos
(mosquitos) y plantas (bromelias).
Figura 2. Mapa mostrando los registros
para las 1983 utilizadas en el análisis de endemicidad realizado con
NDM.
La búsqueda de áreas de endemismo fue
realizada siguiendo el análisis de endemicidad propuesto por
Szumik et al. (2002) y Szumik & Goloboff (2004). Se siguió el
procedimiento señalado por Del Ventura et al (2013) el cual
consistió en evaluar la concordancia en la distribución de las
especies de un área predefinida (o un conjunto de celdas)
implementado por los programas NDM/VNDM (Goloboff, 2004). Se
utilizaron tres tamaños de celda: 1,0º x 1,0º (lat/long), 0,5º x 0,5º
y 0,25º x 0,25º, con el fin de describir el efecto causado por esta
variable (escala espacial) en la identificación de áreas de
endemismo (Casagranda et al. 2009); con valores de presencia asumida
y observada, de 20 (entre 0 - 100) para la observada y 50 (entre 0 -
100) para la asumida.
Mediante el programa NDM se realizaron
búsquedas heurísticas con permutación (adición/eliminación)
simultánea de dos celdas, almacenando áreas con más de dos taxa,
descartando sub-óptimos y áreas superfluas, y finalmente se
realizaron análisis de consenso (a partir del 50% de similitud). El
análisis de endemismos de Szumik et al. (2002) calcula el grado de
endemicidad a partir de la proporción de celdas del área donde una
especie está presente y la proporción de celdas fuera del área y
celdas adyacentes donde esté presente. En términos generales,
registros de una especie distribuidos homogéneamente dentro del área
evaluada aumentarán el IE de tal especie (IEe), mientras que la
presencia de registros fuera del área disminuirá su IEe. El índice
de endemicidad de un área (IEA) es igual a la suma de los IEe de las
especies endémicas en ésta, de manera que cuanto más especies
endémicas presente un área, y cuanto mayor sea su grado de
endemicidad, el grupo de celdas estará mejor apoyado como “área
de endemismo” (Szumik & Goloboff, 2004). Las áreas de
consenso, resumen la información común contenida en aquellas áreas
individuales que comparten un porcentaje dado de especies endémicas,
facilitándo la comparación y evaluación de los resultados.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Se determinaron 794 áreas de endemismo
para cuadriculas de 1,0° x 1,0°, 377 áreas para 0,5° x 0,5° y 177
áreas para 0,25° x 0,25°. Las áreas consensos basadas en la
similaridad del 50% de las especies, muestran cuatro patrones
generales de endemismo con base en valores elevados del IEA (Figuras
3 y 4):
Figura 3. Áreas consenso de endemismo
a partir de 1983 especies y cuadriculas de 1,0° x 1,0° superpuesta sobre
las biorregiones de Venezuela.
Figura 4. Áreas consenso de endemismo
a partir de 1983 especies y cuadriculas de 0,5° x 0,5° superpuesta sobre
las biorregiones de Venezuela.
En el caso del área consenso de
endemismo en el occidente de Venezuela (Figura 3), es soportada por
179 especies, entre las que destacan:
Akodon bogotensis, Anthus bogotensis
meridae, Atelopus carbonerensis, Atelopus mucubajiensis, Atelopus oxyrhynchus, Atelopus
sorianoi, Atlapetes albofrenatus meridae, Atractus erythromelas, Atractus occidentalis, Bolitoglossa
orestes, Caenolestes fuliginosus centralis, Calidris fuscicollis, Calidris melanotos, Caluromys lanatus
cicur, Centrolene altitudinalis, Centrolenella altitudinalis, Colostethus lamarcai, Cryptotis thomasi
meridensis, Dendropsophus meridensis, Eleutherodactylus ginesi,
Gallinago paraguaiae paraguaiae, Hyla labialis meridensis,
Monodelphis brevicaudata, Mustela frenata meridana, Otus albogularis
meridensis, Pheucticus aureoventris meridensis, Aedes argyrites,
Anopheles bambusicolus, Anopheles boliviensis, Anopheles
gonzalezrinconesi, Anopheles pholidotus, Anopheles rollai, Anopheles
lepidotus, Anopheles benarrochi, Anopheles parvus, Culex ocossa,
Culex portesi, Culex taeniopus, Culex davisi, y Poecilia caucana,
entre otras.
El área consenos de endemismo en el
centro-norte del país (Figura 3), es soportada por 375 especies,
entre las que destacan:
Actitis macularia, Aepeomys lugens,
Amblycercus holosericeus, Ameiva ameiva maculata, Anadia bitaeniata,
Anadia brevifrontalis, Anolis jacare, Anolis lemurinus, Anolis
squamulatus, Anolis vaupesianus, Atelopus cruciger,
Atlapetes brunneinucha, Atractus erythromelas, Atractus occidentalis,
Atractus univittatus, Atractus vittatus, Bolitoglossa borburata,
Bolitoglossa orestes, Bothriopsis medusa, Bothrops atrox atrox,
Bothrops venezuelensis, Buarremon brunneinucha, Bufo sternosignatus,
Cacicus holosericeus, Calidris fuscicollis, Calidris melanotos,
Centrolene altitudinalis, Centrolenella altitudinalis, Centrolenella
estevesi, Chironius monticola, Ciccaba albitarsis, Coccyzus
melacoryphus, Colostethus alboguttatus, Colostethus bromelicola,
Colostethus collaris, Colostethus herminae, Colostethus leopardalis,
Colostethus trinitatis, Coragyps atratus, Crocodylus intermedius,
Dendrophidion dendrophis, Dendrophidion nuchale, Dendrophidion
nuchalis, Dendropsophus labialis, Dendropsophus luteocellatus,
Dendropsophus meridensis, Dendropsophus microcephalus, Diglossa albilatera, Diglossa
caerulescens, Diglossa cyaneas, Diglossa cyanea, Dipsas
latifrontalis, Dipsas variegata, Eleutherodactylus ginesi,
Eleutherodactylus johnstonei, Eleutherodactylus maussi,
Eleutherodactylus paramerus, Eleutherodactylus terraebolivaris,
Ensifera ensifera, Epictia goudotii, Eriocnemis cupreoventris,
Erythrolamprus bizona, Gastrotheca ovifera, Gastrotheca walkeri,
Geothlypis philadelphia, Gonatodes annularis, Gonatodes rozei,
Gonatodes taeniae, Gonatodes taniae, Grallaria ruficapilla,
Heliangelus mavors, Heliochera rubrocristata, Helminthophis
flavoterminatus, Homalocranium melanocephalus, Hyalinobatrachium
guairarepanensis, Hyalinobatrachium orientale, Hyla luteocellata,
Hyla platydactyla, Hyla punctata, Hylodes briceni, Hyloscirtus
platydactylus, Kinosternon scorpioides, Leimadophis reginae,
Leimadophis zweifeli, Leptodactylus poecilochilus, Leptotyphlops
goudotii, Liophis epinephelus, Liophis melanotus, Liophis williamsi,
Liophis zweifeli, Liotyphlops albirostris, Mannophryne collaris,
Mannophryne herminae, Mannophryne trinitatus, Manophryne collaris,
Metallura tyrianthina, Micrurus mipartitus, Nasua nasua, Ninia
atrata, Oecomys flavicans, Oxyrhopus doliata, Oxyrhopus petola,
Oxyura dominica, Pachyramphus rufus, Pheucticus ludovicianus,
Phrynonax lyoni, Phyllobates alboguttata, Phyllomedusa burmeisteri,
Phyllomedusa medinae, Phyllomedusa tarsius, Phyllomyias griseiceps,
Pipreola arcuata, Porzana carolina, Pristimantis bicumulus,
Pristimantis ginesi, Pristimantis paramerus, Pristimantis riveroi,
Pristimantis terraebolivaris, Pristimantis vanadise, Proctoporus
achlyens, Culex guerreroi, Culex elephas, Culex ferreri, Culex
idottus, Culex nigrescens, Culex ocossa, Culex pedroi, Culex portesi,
Culex davisi, Culx stonei, Wyeomyia caracula, Wyeomyia
celaenocephala, Wyeomyia gaudians, Wyeomyia pertinans, Haemagogus
lucifer, Haemagogus nebulosus, Psorophora champerico, Limatus
asulleptus, Aldrovandia gracilis, Ancylopsetta cycloidea, Apristurus
laurussonii, Apristurus parvipinnis, Apristurus riveri, Bathytyphlops
marionae, Chascanopsetta lugubris, Creagrutus lepidus, Dibranchus
tremendus, Gadella imberbis, Gymnothorax conspersus, Halosaurus
guentheri, Halosaurus ovenii, Hemiramphus brasiliensis, Ilyophis
brunneus, Japonoconger caribbeus, Llanolebias stellifer,
Lonchopisthus lemur, Malacosteus niger, Maurolicus muelleri, Monolene
megalepis, Neoepinnula orientalis, Nettenchelys pygmaea, Physiculus
fulvus, Platybelone argalus, Pontinus helena, Psellogrammus kennedyi,
Pterolebias hoignei, Rhynchoconger guppyi, Stephanoberyx monae,
Synagrops spinosus, Terranatos dolichopterus, Thalassophryne
nattereri, Tylosurus acus, Yarrella blackfordi, y Zalieutes mcgintyi,
entre otras.
Seguidamente, el área consenso de
endemismo al oriente de Venezuela (Figura 3), es soportada por 277
especies, entre las que destacan:
Aburria aburri, Aepeomys lugens, Anadia
bitaeniata, Anadia brevifrontalis, Anolis jacare, Anolis vaupesianus, Ardea cocoi,
Atelopus oxyrhynchus, Atractus erythromelas, Atractus occidentalis,
Bolitoglossa orestes, Bufo guttatus, Caiman crocodilus crocodilus,
Calidris fuscicollis, Calidris melanotos, Caluromys lanatus cicur,
Centrolene altitudinalis, Centrolenella altitudinalis, Centrolenella
estevesi, Chlorophonia pyrrhophrys, Ciccaba albitarsis, Coccyzus
melacoryphus, Colostethus alboguttatus, Colostethus collaris,
Colostethus leopardalis, Dendropsophus labialis, Dendropsophus
meridensis, Dendropsophus microcephalus, Elachistocleis bicolor,
Eleutherodactylus ginesi, Eleutherodactylus paramerus, Ensifera
ensifera, Epipedobates pictus, Eriocnemis cupreoventris, Geothlypis
philadelphia, Hamptophryne boliviana, Heliangelus mavors, Heliochera
rubrocristata, Homalocranium melanocephalus, Hyla platydactyla, Hyla
rubra, Hylodes briceni, Hyloscirtus platydactylus, Kinosternon
scorpioides, Leptodactylus pallidirostris, Liophis cobella, Liophis
epinephelus, Mabuya mabouya, Mannophryne collaris, Mniotilta varia,
Nasua nasua, Oecomys flavicans, Oxyura dominica, Pheucticus
ludovicianus, Phyllobates alboguttata, Pipreola arcuata, Plica umbra,
Porzana carolina, Pristimantis ginesi, Pristimantis paramerus,
Pristimantis vanadise, Anopheles bellator, Anopheles bambusicolus,
Anopheles boliviensis, Anopheles cruzii, Anopheles neivai, Anopheles
lepidotus, Anopheles rollai, Anopheles pholidotus, Culex ocossa,
Culex portesi, Culex taeniopus, Culex davisi, Abramites hypselonotus,
Adontosternarchus devenanzii, Agamyxis albomaculatus, Ageneiosus
inermis, Alectis ciliaris, Amphiarius phrygiatus, Anchoa spinifer,
Anchovia surinamensis, Anchoviella guianensis, Anchoviella
lepidentostole, Anchoviella manamensis, Ancistrus brevifilis,
Apionichthys dumerili, Apistogramma guttata, Aspistor quadriscutis,
Awaous flavus, Bagre bagre, Bairdiella ronchus, Boulengerella lucius,
Brachychalcinus orbicularis, Brachyplatystoma platynemum,
Brachyplatystoma vaillantii, Centromochlus heckelii, Cephalosilurus
albomarginatus, Chaetobranchus flavescens, Characidium fasciatum,
Characidium steindachneri, Chaunax pictus, Cichla orinocensis, Cichla
temensis, Colomesus asellus, Compsaraia compsa, Crenicichla
macrophthalma, Curimata cyprinoides, Cynopotamus essequibensis,
Cynoscion similis, Cynoscion virescens, Decodon puellaris, Diapterus
rhombeus, Eigenmannia macrops, Eleotris amblyopsis, Eleotris pisonis,
Evorthodus lyricus, Hassar orestis, Hemiodus quadrimaculatus,
Hyphessobrycon panamensis, Hypostomus plecostomus, Larimus breviceps,
Leiarius marmoratus, Leporinus alternus, Leptodoras acipenserinus,
Leptodoras linnelli, Lonchurus lanceolatus, Loricaria cataphracta,
Lycengraulis batesii, Macrodon ancylodon, Megalodoras uranoscopus,
Megalonema xanthum, Melanocharacidium pectorale, Micropogonias
furnieri, Moenkhausia copei, Mugil curema, Mylossoma aureum, Nebris
microps, Notarius grandicassis, Ogcocephalus notatus, Panaqolus
maccus, Pellona castelnaeana, Pellona flavipinnis, Pellona harroweri,
Peprilus paru, Piabucus dentatus, Plagioscion auratus, Plagioscion
surinamensis, Poecilopsetta inermis, Polycentrus schomburgkii,
Pontinus longispinis, Pseudoplatystoma tigrinum, Pseudostegophilus
nemurus, Pseudotylosurus microps, Pterengraulis atherinoides,
Pygocentrus nattereri, Rachovia maculipinnis, Rhabdolichops
electrogrammus, Rhabdolichops stewarti, Rhabdolichops zareti,
Rineloricaria magdalenae, Sardinella aurita, Schizodon fasciatus,
Sciades couma, Serrasalmus marginatus, Squaliforma emarginata,
Stellifer magoi, Stellifer microps, Stellifer rastrifer, Stellifer
venezuelae, Sternarchella orthos, Sternarchella schotti,
Sternarchella sima, Sternarchorhamphus muelleri, Sternarchorhynchus
curvirostris, Sternarchorhynchus mormyrus, Stictorhinus potamius,
Tomeurus gracilis, Trachurus trachurus, Trichiurus lepturus,
Triportheus elongatus, Uroconger syringinus, Vandellia cirrhosa,
Zenion longipinnis, Zungaro zungaro, entre otras.
Y finalmente, el área al sur del pais
(Figura 3), es soportada por 246 especies, entre las que destacan:
Aburria aburri, Aepeomys lugens, Anadia
bitaeniata, Anadia brevifrontalis, Anolis jacare, Anolis vaupesianus,
Anoura caudifer, Arthrosaura synaptolepis, Artibeus obscurus,
Atelopus oxyrhynchus, Atractus erythromelas, Atractus
occidentalis, Automolus infuscatus, Automolus rufipileatus, Basileuterus bivittatus, Bolitoglossa
orestes, Calidris fuscicollis, Calidris melanotos, Centrolenella altitudinalis,
Centrolenella estevesi, Chloroceryle americana, Chlorophonia cyanea, Chlorophonia pyrrhophrys, Ciccaba
albitarsis, Coccyzus melacoryphus, Colostethus alboguttatus, Colostethus collaris, Colostethus
leopardalis, Corythopis torquatus, Dendropsophus labialis, Dendropsophus meridensis, Dendropsophus
microcephalus, Drymoluber dichrous, Eleutherodactylus ginesi,
Eleutherodactylus paramerus, Emballonuridae, Ensifera ensifera,
Florisuga mellivora, Formicivora grisea, Galbula albirostris,
Geothlypis philadelphia, Geotrygon montana, Heliangelus mavors,
Heliochera rubrocristata, Homalocranium melanocephalus, Hyla
platydactyla, Hylodes briceni, Hyloscirtus platydactylus, Hypocnemis
cantator, Kentropyx altamazonicus, Kinosternon scorpioides,
Lepidothrix coronata, Leposoma percarinatum, Leptodactylus knudseni,
Leptodactylus riveroi, Liophis epinephelus, Lonchophylla mordax,
Mannophryne collaris, Mazama rufina bricenii, Microcerculus
ustulatus, Mionectes oleagineus, Mniotilta varia, Myrmotherula
haematonota, Nasua nasua, Oecomys flavicans, Onychorhynchus
coronatus, Osteocephalus buckleyi, Osteocephalus leprieurii, Otus albogularis meridensis, Oxyura
dominica, Phaethornis superciliosus, Phenacosaurus neblininus, Pheucticus ludovicianus, Phyllobates
alboguttata, Piaya minuta minuta, Piculus rivolii meridae, Pipra erythrocephala, Pipra pipra,
Pipreola arcuata, Piranga rubra, Platyrrhinus aurarius, Porzana
carolina, Pristimantis ginesi, Pristimantis paramerus, Pristimantis
vanadise, Anopheles bambusicolus, Anopheles boliviensis, Anopheles
neivai, Anopheles lepidotus, Anopheles rollai, Anopheles pholidotus,
Culex secutor, Culex ocossa, Culex portesi, Culex taeniopus, Culex
davisi, Brewcaria reflexa, Brocchinia prismatica, Navia saxicola,
Anduzedoras oxyrhynchus, Apistogramma brevis, Apistogramma
diplotaenia, Apistogramma iniridae, Apistogramma uaupesi, Astrodoras
asterifrons, Astyanax anterior, Atopomesus pachyodus, Biotodoma
wavrini, Boulengerella lateristriga, Bryconops inpai, Carnegiella
marthae, Carnegiella strigata, Chilodus gracilis, Copella nattereri,
Creagrutus maxillaris, Curimata vittata, Cyphocharax leucostictus,
Cyphocharax multilineatus, Dekeyseria scaphirhyncha, Denticetopsis
royeroi, Dicrossus filamentosus, Elachocharax geryi, Elachocharax
mitopterus, Erythrinus erythrinus, Fluviphylax pygmaeus, Gladioglanis
machadoi, Goeldiella eques, Gymnotus pedanopterus, Hemigrammus
bellottii, Heros severus, Hypancistrus inspector, Hyphessobrycon
epicharis, Iguanodectes geisleri, Ituglanis gracilior, Jupiaba
scologaster, Melanocharacidium depressum, Microschemobrycon callops,
Microsternarchus bilineatus, Moenkhausia comma, Moenkhausia cotinho,
Moenkhausia jamesi, Nannostomus marilynae, Nannostomus trifasciatus, Nannostomus
unifasciatus, Odontocharacidium aphanes, Opsodoras boulengeri,
Opsodoras morei, Paracheirodon axelrodi, Phenacogaster megalostictus,
Pseudolithoxus anthrax, Pterophyllum altum, Rhamdia laukidi,
Rhinobrycon negrensis, Scorpiodoras heckelii, Serrabrycon magoi, Tatia strigata,
Tetranematichthys quadrifilis, Thayeria obliqua, Thrissobrycon
pectinifer, entre otras.
Szeplaki et al. (2001) indicaron que
existen diversas formas de subdividir a Venezuela en “regiones
naturales”, denominadas regiones biogeográficas o simplemente
biorregiones. Más adelante los autores señalan que tomando en
cuenta otras variables ecológicas tales como la flora, altitud,
temperatura, precipitación anual, ambiente continental o ambiente
marino y costero, se pueden considerar diez biorregiones en
Venezuela.
No obstante, el término “biorregión”
no es sinónimo de área biogeográfica. Morrone (2000) menciona que
las clasificaciones naturales requieren de un concepto de homología
que agrupe a las entidades de acuerdo con su historia, es decir que
dichas entidades deberían ser monofiléticas. En la sistemática,
este proceso de descubrimiento se lleva a cabo a través de las
sinapomorfías, las cuales, se hipotetiza que estaban presentes en al ancestro
del taxón estudiado. En la biogeografía, la aplicación intuitiva
de la homología, generalmente en el pasado, se limitó a establecer
relaciones de similitud global entre áreas geográficas o unidades
geopolíticas, las que muchas veces resultan ser artefactos. Estos sistemas de clasificación, que van
desde reinos o regiones hasta biomas, provincias y distritos, no
proveen una clasificación natural en el sentido de la sistemática
filogenética. En los atlas biogeográficos, los métodos de la
biogeográfia histórica permiten aplicar el concepto de homología
espacial, al delimitar áreas biogeográficas "naturales",
es decir sustentadas por especies endémicas compartidas.
Pérez-Hernández & Lew (2001) en
una revisión de las clasificaciones biogeograficas para Guayana,
señalan que han sido grandes han sido los adelantos en materia
biogeográfica en Venezuela, desde las primeras descripciones de
paisajes de los naturalistas que visitaron tempranamente nuestro
país. A pesar de ello, las propuestas existentes adolecen de las
limitaciones que impone la información disponible, muchas veces
insuficiente, incompleta o fragmentada. Dados los últimos avances
antes descritos en materia fitogeográfica, resulta imprescindible
incrementar los trabajos dirigidos a la proposición de
clasificaciones zoogeográficas, con el fin de abordar de una manera
holística, desde estas dos dimensiones biológicas indivisibles, una
única propuesta biogeográfica.
Aunque pueda parecer que las
clasificaciones biogeográficas de esta región de Venezuela aún
permanecen confusas, al igual que las hipótesis de trabajo para
explicar el origen y los procesos que dieron lugar a las
distribuciones de la fauna y la flora que hoy conocemos, resulta
indiscutible que los avances han sido significativas. Si bien en los
últimos años se han producido fuertes controversias al respecto,
entre dispersionistas y vicariancistas, lejos de pensar en negativo,
debemos reconocer que estas disputas han servido a ambas corrientes
para reflexionar acerca de las explicaciones biogeográficas y esto
ha influido grandemente en el avance de la biogeografía como una
ciencia. Así como se contraponen criterios divergentes, también se
han consolidado muchos conceptos que hoy son unánimemente
reconocidos.
Los estudios biogeográficos son
importantes pues proveen información sobre congruencia en la
distribución de la biota y a su vez permiten postular hipótesis
sobre la relación evolución – geología. Rodríguez-Olarte et
al. (2012) indican que las áreas prioritarias de conservación
identificadas mediante análisis de la distribución (riqueza y
endemismo) de peces continentales sólo son parcialmente protegidas
en las áreas bajo régimen de administración especial (ABRAE) de
Venezuela. La mayoría de áreas protegidas evidenciaron una
efectividad baja para la conservación de peces, principalmente
porque eran muy pequeñas o incluían sólo fragmentos de afluentes o
cuencas, o porque estaban localizadas en zonas de montaña, donde la
diversidad de especies fue mínima.
Para Morrone (2001) la investigación
en biogeográficos proporciona información relacionada con la
identificación de centros de diversidad y la importancia relativa
que los mismos poseen, la cual puede llegar a ser clave para determinar
prioridades en la selección de áreas para su conservación y el uso sustentable de diferentes ecosistemas. Además permiten identificar
áreas y/o grupos taxonómicos que merecen estudios más detallados,
maximizando el potencial científico que pueda tener su investigación
en el futuro, y también integrar otros tipos de datos (ecológicos,
geológicos, urbanísticos, etc.).
La propuesta de biorregiones de MARN
(2001) sólo permiten informar sobre las especies que allí se
encuentran, no obstante, fallan en explicar procesos históricos
ocurridos en las áreas. Rivas et al. (2012) actualizaron la
distribución de los reptiles de Venezuela, realizando un análisis
de agrupamiento (=cluster) con base en la similaridad en distribución
de las especies que se encuentran en las diez biorregiones de el
país. El dendrograma resultante muestra relaciones de semejanza
entre biorregiones adicionales a las propuestas por MARN (2001).
Estos autores consideraron que las evidencias de endemismo en
distintos grupos (flora y fauna) sugieren la separación de ciertas
áreas como Perijá de la coordillera de Mérida, coordillera central
de la oriental, y finalmente la distinción entre Amazonia, Guayana y
Pantepui.
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